228 Untersuchung des Muskelgewebes. § 916—918. 



schnell, rot sind dagegen der Semitendinosus, Cruralis, Ad- 

 ductor brevis, Soleus, Quadratus femoris, sie zucken träge, 

 haben reichlicheres Sarkoplasma, welches die Fibrillen in 

 Gruppen zerteilt. (Ranvier 89, Pantul 04.) Beim Men- 

 schen findet man beide Arten von Fasern nebeneinander fast 

 in allen Muskeln {Schaffer 93b), deutlich z. B. im Quer- 

 schnitt vom Trapezius oder Rectus abdominis. 



916. Die Beziehungen der Fibrillengruppen zum Sarko- 

 plasma (Cohnheimsche Felder) und die Kerne studiere 

 man an Querschnitten mit Osmiumsäure in gedehntem 

 Zustande fixierter Muskeln. Auffallend viel Sarkoplasma 

 im Verhältnis zu der Menge der Fibrillen sieht man bei- 

 spielsweise an den die Rückenflosse des Seepferdchens 

 bewegenden Muskeln; unter den Säugetieren bieten die 

 Brustmuskeln der Fledermäuse ähnliches (Rollett, 89). 



917. Um die Verteilung der Kerne in verschiedenen 

 Muskelarten verschiedener Tiere zu studieren, schneide man 

 die Muskelfaser quer; auf^^sehr dünnen Schnitten kann man 

 auch die Verteilung der Fibrillen in der Faser studieren. 

 Muskelfasern, die vorher vergoldet (s. § 1049 ff.) und quer, 

 resp. längs geschnitten waren, zeigen auf das deutlichste das 

 dunkelgefärbte Sarkoplasma. 



918. Zur Untersuchung der Beziehungen von Muskel- 

 faser und Sehne empfiehlt 0. Schultze folgende Technik: 

 Um die Muskeln in entspanntem Zustand zu bekommen, 

 fixiert man erst % — 2 Stunden nach dem Tode. Man 

 nimmt die Muskeln im Zusammenhang mit Sehne oder 

 Faszie heraus, befestigt sie an einem Korkrahmen und 

 fixiert in abs. Alkohol-Formol (2 : 1) oder in Kaliumbichro- 

 mat (3% ig): Formol (4:1). Nach 24 Stunden überträgt 

 man ebenso lange in 96% igen Alkohol, der mehrmals ge- 

 wechselt wird. Dann isoliert man kleine Bündelchen und 

 legt sie für 48 Stunden in eine Mischung von 2%iger 

 Kaliumbichromatlösung und 96%igem Alkohol (aa, im 

 Dunkeln). Hierauf überträgt man sie ebenso lange in eine 

 0,5%ige gereifte Hämatoxylinlösung (Herstellung: 0,5 g 

 Hämatoxyhn werden in 100 ccm 70% igen Alkohols und 

 für 2 — 3 Tage in einem enghalsigen offenen Glas in den 

 Thermostat gestellt, täglich 2 — 3 mal schütteln), die man 

 2 — 3 mal erneuert. Nach 24 Stunden extrahiert man mit 

 70%igem Alkohol, bis er sich nicht mehr gelblich färbt, 

 dann für 24 Stunden in eine l%ige Säurefuchsinlösung, 

 96% igen Alkohol, dann Isolieren und Einbetten in Zel- 

 loidinparaffin oder in Kollodium-Paraffin und Schneiden, 

 Zur Einbettung in Kollodium-Paraffin bringt man die Ob- jf 

 jekte aus dem 96% igen Alkohol in eine Mischung von ge- 



