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zu fixieren und in Dauerpräparaten haltbar zu färben, gelang es mir, nach wenigen Vor- 

 versuchen folgende Methode zu finden. Das Material wird in Alkohol, der das Glykogen 

 wasserlöslich ausfällt, fixiert. Cyanophyceen werden an Ort und Stelle in Alkohol einge- 

 legt, tierische Objekte sofort nach dem Tode.* Die Paraffinschnitte werden nach der 

 Entfernung des Paraffins mit Xylol in Alkohol übergeführt und gelangen sofort, mit Ver- 

 meidung von Wasser, in eine lO^ige wäßrige Tanninlösung. Der in den Schnitten und auf 

 dem Objektträger haftende Alkohol stört nicht, ein vorübergehender Niederschlag löst sich 

 fast sofort wieder. In der Tanninlösung verbleiben die Präparate fünf bis zehn Minuten, 

 bei den Cyanophyceen genügen fünf Minuten, bei Leberschnitten empfehlen sich zehn Minuten. 

 Das überschüssige Tannin darf nicht mit Wasser abgespült werden, ich verwende eine 

 dünne, etwa l%ige Kaliumbichromatlösung, mit der das Tannin nicht sofort einen Nieder- 

 schlag gibt, so daß Zeit genug ist, alles am Objektträger und Schnitten haftende Tannin gründ- 

 lich abzuspülen. Aus dieser Kaliumbichromatspülung gelangen die Präparate in eine lO^ige 

 Kaliumbichromatlösung, wieder auf fünf resp. zehn Minuten. Jetzt ist die Glykogentannin- 

 fällung so weit unlöslich geworden, daß man mit Wasser sorgfältig abspülen und mit wäßrigen 

 Anilinfarblösungen färben kann. Alle basischen Anilinfärbungen kann man verwenden, die 

 sauren sprechen nicht an. Unter den basischen Farben schien zunächst Bismarckbraun eine 

 reizvolle Färbung zu versprechen, die gewisse Ähnlichkeit mit der Jodreaktion haben möchte. 

 Die erzielbaren Färbungen sind aber zu gelblichbraun. Es gaben sehr schöne Resultate 

 Methylenblau, in reinem Wasser gelöst, ferner Safranin oder Gentianaviolett in den bekannten 

 Anilinwasserlösungen, Färbungszeit zehn Minuten. Die brillanteste Färbung erzeugt Safranin, 

 in der tierischen Leber (Objekt: Leber von Maus und Schwein) sind die Zellkerne infolge der 

 früher von mir (II, S. 162) besprochenen Tanninimprägnation ganz ungefärbt, nur schwach 

 gelblich von Tanninchromat, das Cytoplasma hat einen ganz schwachen, gelblichrötlichen 

 Stich, das Glykogen allein ist stark gefärbt und tritt in leuchtend roten, kugeligen oder un- 

 regelmäßigen Massen äußerst scharf hervor. Ebenso schön beinahe ist die Färbung mit 

 Gentianaviolett. Was diese neue Methode an Cyanophyceen leistet, mag ein Vergleich der 

 Fig. 9 und 10 zeigen, die eine ist die Jodfärbung der Paraffinschnitte von Oscillarla prin- 

 ceps, die mit Alkohol fixiert war, die andere ist das Resultat der neuen Methode. Auch 

 die Fig. 12 bestätigt für Oscillarla teruäs die Kongruenz der Jodfärbung mit der Tannin- 

 chromat-Safraninfärbung. Das Rezept für die neue Methode läßt sich kurz folgendermaßen 

 zusammenfaßen: Fixierung mit Alkohol, Führung der Paraffinschnitte bis in 

 Alkohol, Einlegen auf fünf (zehn) Minuten in lü^iges Tannin, Abspülen mit \% 

 Kaliumbichromat, Einlegen fünf (zehn) Minuten in \\)% Kaliumbichromat, Ab- 

 spülen mit Wasser, Färben zehn Minuten mit Safranin-Anilinwasser, Abspülen 

 in Wasser, schnelle Entwässerung in Alkohol, Xylol, Balsam. Die Methode mag 

 kurz als Tannin-Safraninfärbung des Glykogens bezeichnet werden. Die Präparate 

 halten sich in Balsam voraussichtlich unbegrenzt, sie sind jetzt schon l'/ 2 Jahr alt. 



Andere Fixierungnn, wie Pikrinschwefelsäure, Jodalkohol, Sublimat usw. geben weniger 

 sichere Resultate, weil, wie begreiflich, das Glykogen zum Teil herausgewaschen ist. 



2. Verteilung des Glykogens in der Cyanophyceenzelle. 



Zuvor sei kurz erwähnt, daß die mit Jodjodkalium rotbraun gefärbten Teile der 

 Oscillarla princeps und 0. tenuls beim Erwärmen verblaßten, beim Erkalten wieder die typische 

 Glykogenfärbung annahmen. Zu diesem Beweis für Glykogen tritt die bereits beschriebene 

 neue Reaktion hinzu. Endlich habe ich mich davon überzeugt, daß die bekannte Jodfärbung 



