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toute la zone des pH admissibles, la vitesse de migration a été la même. 

 L'échantillon en cause aurait donc fourni un pic parfaitement symétrique 

 dans une chromatographic de ce type. En outre, l'électrophorèse n'est vrai- 

 ment efficace dans le cas de protéines aussi voisines qu'à la condition que 

 l'un des constituants du mélange possède une polarité nettement différente 

 des autres. L'unique raison du succès rencontré par Bettelheim et Neurath^ 

 dans la séparation électrophorétique des chymotrypsines-7r et 8 est la pré- 

 sence au sein de la première d'un résidu supplémentaire d'arginine. Dans 

 le cas actuel, le néochymotrypsinogène à threonine N-terminale possède 

 exactement la même composition que le chymotrypsinogène et le néochymo- 

 trypsinogène à alanine N-terminale n'en diffère que par deux résidus (threo- 

 nine et asparagine) dont la polarité est très faible. La seule méthode vraiment 

 efficace pour déceler l'hétérogénéité de l'échantillon était donc la méthode 

 chimique de détermination des groupements terminaux. Le fait est digne 

 d'être noté car il peut se reproduire dans d'autres cas. 



La présence de néochymotrypsinogènes dans le chymotrypsinogène n'est 

 d'ailleurs pas gênante quand on se propose de déterminer l'ordre d'enchaine- 

 ment des résidus. Cette étude exige en effet que l'on rompe de nombreuses 

 liaisons et il importe peu que une ou deux liaisons soient déjà rompues 

 dans certaines des molécules utihsées. Mais, quand on veut étudier la struc- 

 ture globale du chymotrypsinogène ou l'action d'une exopeptidase sur cette 

 protéine, une telle hétérogénéité peut provoquer des erreurs très graves. En 

 somme, le chymotrypsinogène est beaucoup plus stable que le trypsinogène 

 et le pepsinogène parce que son activation n'est pas autocatalytique. Mais, 

 il est peu raisonnable d'attendre que le précurseur d'un enzyme protéolytique, 

 si aisément activé par la trypsine et attaqué lentement par son propre enzyme, 

 puisse jouir d'une parfaite stabilité. 



Quoi qu'il en soit, nous avons réussi à préparer un échantillon de chymo- 

 trypsinogène complètement dépourvu de résidus terminaux parasites (autres 

 que le résidu de demi-cystine) en procédant à plusieurs cristalhsations en 

 présence d'une quantité substantielle de diwopropylfluorophosphate. Cet 

 échantillon, dont la stabiUté paraît assez satisfaisante, est désigné dans le 

 tableau 2 par la lettre P. Il libère au contact de l'aminopeptidase beaucoup 

 moins d'amino acides que le premier. 



D'autres expériences ont été réalisées avec des préparations d'amino- 

 peptidase spécialement purifiées par électrophorèse de zone dans une colonne 

 d'amidon.^' Leur activité spécifique atteignait 100, c'est à dire la valeur la 

 plus haute enregistrée jusqu'ici. On voit que cette nouvelle préparation est 

 légèrement moins active que les anciennes sur l'échantillon pur de chymo- 

 trypsinogène. Il n'est donc pas toujours prudent de faire agir sur les pro- 

 téines, comme on le conseille parfois, des préparations d'aminopeptidase 

 dont l'activité spécifique n'excède pas 40. 



Enfin, dans les dernières expériences du tableau 2, une aminopeptidase 

 aussi pure que possible a agi sur un chymotrypsinogène spécialement purifié. 



