Untersuchungen über Blut und Bindegewebe. 503 
deckt in manchen Fällen fast die ganze Oberfläche des runden Deckgläschens. 
Ein Nachteil bleibt dabei natürlich — die sich mit jeder Transplantation 
verdickende Fibrinschicht, die sowohl das Beobachten im frischen Zustande 
als auch das Leben und Atmen des Gewebes selbst beeinträchtigen muß. 
Schon in meiner früheren Arbeit habe ich von der besonderen Wichtig- 
keit der vollkommenen histologischen Methodik in Anwendung auf die Ge- 
webskulturen gesprochen. Wer sich in den verschiedenen Zellformen der 
Gewebskulturen zurechtfinden und die histogenetischen Wechselbeziehungen 
derselben aufklären will, kann sich nicht mit in toto-Präparaten begnügen, 
sondern muß lückenlose Serienschnitte machen und als Fixierungsmittel 
nicht nur Formol oder Osmiumdämpfe gebrauchen. Auch Paraffin darf 
nicht als Einbettungsmasse dienen, da in ihm gerade die zarten Gewebs- 
kulturen besonders stark schrumpfen. Es ist viel leichter, eine üppig wach- 
sende Gewebskultur zu bekommen, als von dieser selben Kultur eine gute 
Schnittserie herzustellen. In toto fixierte und gefärbte Präparate von 
Gewebskulturen sind notwendig, aber nur in sehr beschränktem Umfange, 
da sie, wie gesagt, nur einen allgemeinen Ueberblick der Topographie ge- 
statten. Zu ihrer Herstellung gebraucht man am besten Fixierung in Car- 
noys Alkohol-Chloroform-Eisessig-Gemisch und protrahierte Färbung mit 
sehr verdünntem Delafieldschem Hämatoxylin. Für Schnittserien 
fixiere ich entweder mit Zenker-Formol (ZF), oder, wenn ich Chondriosomen 
und Fett studieren will, nach Champy (Ch). Das Deckglas muß mit 
dem geronnenen Tropfen nach unten auf der Flüssigkeit schwimmen. Die 
Fixierungszeit braucht bei ZF nicht länger als I—2 Stunden, bei Ch 24 Stun- 
den zu sein. Bis zum 95° Alkohol bleibt die Kultur am Glase. Nachdem 
der Tropfen in diesem Alkohol fest geworden ist, schneide ich ihn mittels 
eines sehr dünnen, geraden, auf der einen Seite plan geschliffenen und mit 
demselben Alkohol reichlich befeuchteten Rasiermessers von der Glasober- 
fläche glatt ab. Bei einer gewissen Uebung gelingt dies ganz gut und auf 
dem Glase bleibt keine einzige Zelle haften. Sodann wird das dünne, sehr 
zerbrechliche, in der Form einem platten Kugelsegment entsprechende 
Objekt vorsichtig entwässert, in Zelloidin eingebettet und nach meiner 
Methode in eine lückenlose, der Glasoberfläche parallele Serie von 5—8 u 
Dicke zerlegt. Zur Färbung gebrauche ich nach ZF Eosin-Azur (EAz), 
nach Ch Fuchsin-S-Thionin-Aurantia nach Kull (K). 
Die in der letzten Zeit stark in Schwung gekommene Methode der 
vitalen Farbstoffspeicherung im  Säugetierorganismus (Goldmann, 
Tschaschin, Kiyono |. c. usw.) ist natürlicherweise auch mit der 
Methode der Gewebskulturen in vitro kombiniert worden. Hofmann (2I) 
hat z. B. embryonale Leber in trypanblauem Plasma gezüchtet. Schon in 
meiner früheren Arbeit habe auch ich über Aehnliches berichtet. In der 
vorliegenden Untersuchungsreihe habe ich die vitale Färbung der Gewebs- 
kulturen in großem Umfange betrieben. Bloß habe ich jetzt, statt des in 
dem mikroskopischen Präparat schwer zu fixierenden Trypanblaus, nach 
dem Vorgange von Ribbert (27) und Kiyono (22, 23) Lithium- 
karmin angewandt. Dieser Farbstoff wird in bestimmten Zellen der Kulturen 
des Iymphoiden Gewebes reichlich gespeichert und bleibt bei den verschieden- 
