420 XIX. Fixierung und Kultur kleiner, zarter Algen. 



als diesen freilebigen, begegnet man den zu Fäden vereinigten Desmidieae 

 filiformes; sie sind meist unschwer als Desmidiaceen zu erkennen und haben 

 oft Gallertscheiden aufzuweisen. Ferner finden sich in kalkhaltigen Ge- 

 wässern zu gerundeten Massen in verkalkten Krusten oder Polstern ver- 

 bundene Cosmarium-ähnliche Formen^). 



Zarte Algen, wie Desmidiaceen und andere, behalten die Struktur 

 des Plasmas sehr gut, wenn man zu ihnen vom Deckelglasrand einen Tropfen 

 1-proz. Osmiumsäure hinzutreten läßt und nach 10 — 20 Min. essigsaures Kali 

 zusetzt, in dem das Präparat sich auch aufbewahren läßt 2). Man kann 

 auch so vorgehen, daß man die Objekte mit der Pipette auf einen mit 

 Eiweiß bestrichenen Objektträger bringt und dort mit dem vom RATHSchen 

 Gemisch (s. S. 66) fixiert oder vielfach besser noch mit 50-proz. Alkohol, 

 der durch das schnellere Gerinnen des Eiweißes ein besonders gutes An- 

 haften der Objekte auf der Unterlage gewährleistet. Nach Überführen in 

 Alkohole höherer Konzentrationen und mehrstündigem Aufbewahren in Alk. 

 abs. kann mit Eisen-Hämatoxylin gefärbt werden. Bei der Differenzierung 

 geben Plasma und Chromatophoren die Farbe eher ab als Pyrenoide und 

 Kern^). Junge Desmidiaceen lassen sich gut mit 1-proz. Chromsäure 

 fixieren und nach erfolgtem Auswaschen auf dem Objektträger mit verd. 

 Hämalaun färben. Es wird dann ein Tropfen verd. Glyzerin aufgetragen, 

 das sich in der Luft durch Verdunsten konzentriert. Nunmehr ist es 

 möglich, Phenol zuzusetzen, das die Objekte durchsichtig macht, ohne 

 deren Schrumpfung zu veranlassen. Da das Phenol verdunstet, wird ihm 

 vorsichtig und allmählich Nelkenöl hinzugefügt. Oder man setzt statt 

 Nelkenöl Kreosot hinzu und schließlich Kanadabalsam*). 



Kleine Algen oder andere entsprechend kleine Organismen lassen 

 sich eine Zeitlang unter dauernder Kontrolle auf dem Objekttisch des 

 Mikroskops kultivieren. Rasch und in einfachster Weise gelangt man 

 zum Ziel, indem man das Deckglas, unter dem die Kultur vorgenommen 

 werden soll, auf Wachsfüßchen am Objektträger befestigt. Besser ist es^), 

 zwei aus 0,14 mm dicken Deckgläsern geschnittene Leisten auf den Objekt- 

 träger parallel zu dessen Längsachse in einer gegenseitigen Entfernung 

 von etwa 8 mm mit Kanadabalsam aufzukitten. Zwischen diese beiden 

 Leisten wird dann das Objekt in einen Wassertropfen gebracht und das 

 Deckglas aufgelegt. Das Deckglas befestigt man an den zu den Leisten 

 parallelen Rändern mit einem kleinen Tröpfchen rasch fest werdenden 

 Terpentinharzes. In dem einen wie in dem anderen Fall wird dann von 

 beiden Seiten her ein kurzer Leinwandstreifen unter das Deckglas ge- 

 schoben. Neben dem Mikroskop stellt man ein mit Wasser gefülltes Becher- 

 glas auf, dessen oberer Rand den Objekttisch um etwa 5 cm überragt. 

 Ein Heber aus einem passend gebogenen, an einem ins Becherglas tauchen- 

 den Ende fein ausgezogenen Glasrohr sorgt für die Wasserzufuhr. Diese 

 wird durch einen Leinwandstreifen ^) geregelt, den man in die freie Öffnung 



1) Vgl. G. Senn, Zeitschr. f. Naturw., Ed. LXXII, S. 221; Bot. Ztg., LVII. Jahrg., 

 1899, I. Abt., S. 39. 



2) W. MiGULA, Zeit.'chr. f. wiss. Mikrosk., Bd. III, 1886, S. 47. 



3) Nach H. Kaxjfrmann, Zeitschr. f. Bot., Bd. VI, 1914, S. 724. 



*) H. Klebahn, Jahrb. f. wiss. Bot., Bd. XXII, 1891, S. 419; vgl. a. Reg. IV 

 Desmidiaceen. 



^) Nach J. AF Kleecker, Zeitschr. f. wiss. Mikrosk., Bd. VI, 1889, S. 146, und 

 A. Scherffel, Ebenda, Bd. X, 1893, S. 441. 



") P. Mayer, EinfüJining in die Mikroskopie, Berlin 1914, S. 157, verwendet zum 

 gleichen Zweck Baumwollfäden. 



