XX. Zellinhalt der Cyanophyceen. Schnelltärbung. 451 



Dammar überführt. — Oder es werden die mit Schweflig.säure-Alkohol 

 fixierten Objekte zunächst 2 — 4 Std. in 1,5-proz;. Eisenammonalaunlösung 

 gebeizt, dann direkt ohne Abspülen in Formhäniatoxylinlösung (1 g krist. 

 Hämatoxylin, 200 ccm Aq. dest., 4 ccm Formalin) übergeführt, worin sie 

 mindestens 24 Std. bleiben. Ihr Auswaschen erfolgt 1 Std. lang in 

 fließendem Leitungswasser. Der auf dem Deckglas entstandene Nieder- 

 schlag wird durch mehrmaliges Eintauchen in 0,1-proz. Salzsäure- Alkohol 

 entfernt. Man differenziert mit 0,5-proz. Eisenammonalaunlösung oder direkt 

 mit dem Salzsäure-Alkohol oder Pikrinsäure-Alkohol. Dann folgt aber- 

 maliges Waschen mit Leitungswasser und Überführen in Toluol-Dammar 

 in der zuvor angegebenen Weise. — Auch Lebendfärbung, so mit ^/looooo 

 bis ^/loooo Methylenblau ergab gute Resultate. Sie stellte sich je nach 

 den Arten schon nach 1 Std. oder nach 24 Std. ein. Werden so gefärbte 

 Objekte hierauf mindestens '/g Std. lang mit wässr. pikrinsaurem Ammon 

 von I/200 behandelt, mit Wasser ausgewaschen und in '/g^ Formol ein- 

 gebettet, so hält die Färbung, wenn auch mit Änderung des Tons, längere 

 Zeiti). 



Um das Grlykogen in der Cyanophyceenzelle nachzuweisen, erhitzt 

 man das Untersuchungsmaterial auf dem Objektträger eben bis zum Kochen 

 und setzt eine verd. Jodlösung (0,7 T. Jod, 2 T. Jodkalium in 300 T. 

 Wasser) zu. Es tritt dann sofort eine tief mahagonibraune bis schwarz- 

 braune Färbung der Griykogen-führenden Partien ein 2). Handelt es sich 

 um genauere Feststellung der Lokalisation des Glykogens im Zell- 

 inhalt, so verwende man die von Fischbe empfohlene Tannin-Safranin- 

 färbung^), die sich auch im Gegensatz zu der Jodreaktion in Dauerpräpa- 

 raten hält. Man fixiere das Material mit Alkohol und bette in der üb- 

 lichen Weise in Paraffin ein, überführe die Mikrotomschnitte nach Ent- 

 fernen des Paraffins durch Xylol in Alkohol, bringe sie auf 5 — 10 Min. 

 in 10-proz. Tannin, wodurch das Glykogen gefällt wird, spüle mit 1-proz. 

 Kaliumbichromat ab und überführe auf 5 — 10 Min. in 10-proz. Kalium- 

 bichromat. Jetzt ist die Glykogentanninfällung soweit unlöslich geworden, 

 daß man mit Wasser abspülen und mit wässr. Anilinfarblösungen färben 

 kann. Als Farbmittel verwende man Safranin- Anilinwasser, das 10 Min. 

 einwirken muß, dann mit Wasser abzuspülen ist, worauf in Alkohol ent- 

 wässert und über Xylol in Kanadabalsam eingebettet wird. In den Prä- 

 paraten treten die Glykogenmassen leuchtend rot gefärbt aus den leicht 

 gelblich-rötlich getönten plasmatischen Zellbestandteilen hervor. Die Färbung 

 der Präparate hält sich anscheinend unbegrenzt. 



Durch „Schnellfärbung"*), d.h. kurzes Einwirkenlassen mehr oder 

 weniger konz. Lösungen von bestimmten Farbstoffen, kann man oft leicht 

 den Zustand des zur Verfügung stehenden Materials feststellen. Bringen 

 wir z. B. einige der Algenfäden in eine kräftige Lösung von Kongorot, einen 

 Farbstoff, der von der lebenden Zelle nicht aufgenommen wird, und beobachten 

 wir, daß einzelne Zellen schon nach einigen Min. sich gefärbt zeigen, so 

 kann man annehmen, daß diese tot oder zum mindesten stark alteriert 

 waren, als sie in die Farbflüssigkeit kamen. Allerdings wirkt in solchen 



1) Vgl. u. a. J. Massart, Recueil de Tlnstit. Bot., Bruxelles, Bd. V, 1902, S. 253, 

 und F. Kohl. 1. c 1903, S. 202. 



2) Vgl. R. Hegler, 1. c 1901, S. 290. 



') A. Fischer. 1. c. 1905, S. 65, und Anatom. Anzeiger, Bd. XXVI, 1905, S. 399. 

 *) F. Brajtd, bes. in Hedwigia, Bd. XLV, 1906, S. 12. 



