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41. Vorlcsiingr. 



Xachtreis in 

 SehniUen. 



KuUurelUa 

 VerhaUen. 



Für den Nachweis von Tuberkelbazillen in Schnitten eignet sich 

 folgende Methode : Die Schnitte der am zweckmäßigsten mit Sublimatessigsäure 

 fixierten und in Zelloidin eingebetteten Organe werden für etwa 12 Stunden in 

 Anilinwasser-Fuchsin, darauf für 10 Sekunden in 3üproz. Salpetersäure verbracht 

 und in 60proz. Alkohol so lange gespült, bis sie nur noch mattrosa gefärbt er- 

 scheinen. Dann werden sie mit Löfflersoh^m Methylenblau (1 : 3 mit Wasser ver- 

 dünnt) 5 Minuten nachgefärbt und kurz in VäP^'^'z. Essigsäure differenziert. Darauf 

 Alcohol absol., Xylol, Kanadabalsam. 



Wenn man auf die genauere Darstellung der Gewebsstruktur verzichten will, 

 erzielt man besonders übersichtliche Bilder nach einem von Unna empfohlenen 

 Verfahren: Die Schnitte werden für 6 — 8 Stunden in Karbolfuchsin gefärbt und 

 darauf in 25proz. Schwefelsäure und SOproz. Alkohol entfärbt. Dann bringt man 

 sie für 5 Minuten in eine 33proz. Tauninlösung, der so viel Orange zugefügt ist, 

 als sich löst. Nach gründlicher Spülung in leicht angesäuertem destilliertem Wasser 

 werden die Schnitte in SOproz., darauf in absoluten Alkohol übertragen, mit Xylol 

 aufgehellt und schließlich in Kanadabalsam eingelegt. 



Sehr gute Präparate erhält man, wenn man die Schnitte mit Karbolfuchsin 

 vorfärbt und nach Konrich mit lOproz. Natriumsulfitlösung etwa 5 Miauten bis 

 1 Stunde — je nach der Dicke des Schnitts — differenziert. Das Verfahren ist 

 wegen des Wegfalls der Säure- und Alkoholeinwirkung bedeutend schonender als 

 die früher üblichen Methoden ; das Gewebe ist in den nach Konrich behandelten 

 Organschnitten meist sehr gut erhalten. Die Tuberkelbazillen geben selbst nach 

 lange dauernder Differenzierung ihre rote Farbe nicht ab. Zur Nachfärbung ist stark 

 verdünnte wässerige Malachitgrünlösung besonders empfehlenswert. 



Die Kultivierung des Tuberkelbazillus gelingt nicht so leicht, 

 wie die der meisten anderen pathogenen Mikroorganismen. Er vermehrt 

 sich nur bei Temperaturen, die zwischen 30 und 440 C liegen. Das 

 Temperaturoptimum liegt bei 36" C. Der Tuberkelbazillus ist ein strenger 

 Aerobier, bei Sauerstoffabschluß vermehrt er sich nicht. 



Als das geeignetste Nährsubstrat bezeichnete R. Koch zunächst 

 das erstarrte Blutserum. Das Wachstum des Bazillus geht nur sehr 

 langsam vor sich. Erst etwa 1 Woche nach dem Anlegen der Kultur 

 werden feinste weiße Schüppchen sichtbar. Diese bestehen, wie Klatsch- 

 präparate zeigen, aus einzelnen, aneinander gereihten Bazillen (Fig. 95), 

 die sich später zu feingewundenen, schleifen- oder zopfartigen Fäden 

 zusammensetzen (Taf. 50, -f'«^. 5). Die Schuppen wachsen allmählich und 

 bilden schließlich nach mehreren Wochen dicke, trocken und glanzlos 

 aussehende Borken, welche die ganze Oberfläche des Nährbodens über- 

 ziehen (Taf . 50, Fig. 1). Im Kodenswasser findet kein Wachstum statt, 

 dieses wird vielmehr von dem sich ausbreitenden Kulturrasen über- 

 brückt, indem sich ein Häutchen über die Oberfläche hinwegzieht und 

 am Rande des Glases gewissermaßen emporkriecht. Besonders gut 

 gedeiht der Tuberkelbazillus auf Rinderserum, dem 2-5<'/o Glyzerin 

 zugefügt ist. Man sterilisiert diese Mischung 4 bis 5 Stunden bei 

 57° C und läßt sie dann bei QO^C unter Wasserdampfatmosphäre vor- 

 sichtig erstarren. 



Auch auf gewöhnlichem Agar und in Bouillon wächst der Tuberkel- 

 bazillus, wenn ihnen Glyzerin (3 — ö^/o) zugefügt wird. Die Reaktion soll 

 neutral oder leicht alkalisch sein. Auf Glyzerinagar erfolgt das Wachs- 

 tum in der Regel sogar üppiger und schneller, als auf Serum. Es bildet 

 sich hier ein zusammenhängender, anfangs weißlichgelber, später gelb 

 oder rötlich werdender Belag, der sich stellenweise in Falten legt. Bei 

 der Züchtung in Glyzerinbouillon findet ein Wachstum nur an der 

 Oberfläche des Nährmediums statt, weil der Tuberkelbazillus ein aus- 

 gesprochenes Sauerstoff bedürfnis hat. Man. wählt deshalb als Kultur^ 



