852 Indol und Tndolabkömmlinge. 



Farbstoff geht in Amylalkohol über und dadurch wird die Reaktion noch in den Fällen er- 

 kennbar, wo die auf dem gewöhnlichen Wege angestellte Reaktion zu keinem positiven Re- 

 sultat führt. Ein Absorptionsstreifen ist bei dieser Verbindung nicht zu erkennen i). Die 

 Nitritreaktion bei Bakterienkulturen stellte man oft nach Salkowski mittels Nitrit und 

 Schwefelsäure an. Dazu ist eine Nährflüssigkeit aus einer lOproz. Peptonlösung mit 

 Zusatz von 0,5% Natriumphosphat und 0,1% Magnesiumsulfat geeignet; die in der ge- 

 wöhnlichen Weise bereitete 1 proz. Peptonlösung ist wegen des unter Umständen im 

 Fleischsafte enthaltenen Traubenzuckers nicht brauchbar. Bouillon mit 0,5% Peptonzusatz 

 gibt im allgemeinen eine gute Reaktion, und zwar kein besseres Resultat als eine Bouillon, 

 zu deren Bereitung vorher der Fäulnis oder Gärung unterworfenes Fleisch benutzt wurde 2). 

 Die Nitritmethode ist aber nicht zuverlässig, da verschiedene Bakterien, Proteus vulgaris, 

 Pneumaturiefall von Loghem, Bac. ruber balticus, Bac. der Pseudodiphtherie, Bac. anthf. 

 sympt. prodigiosus, Sarcina lutea ( ?), in Peptonwasser einen Stoff bilden, der eine der Nitroso- 

 indolreaktion ähnüche Färbung ergibt, jedoch mit einem von Nitrosoindol verschiedenen 

 Spektrum. Dieser Stoff ist mit Wasserdampf bei 100° nicht flüchtig, wird beim Kochen der 

 Kultur nicht zersetzt, geht aus sauren Lösungen in Essigester über und kann diesem wieder 

 durch Alkali entzogen werden. Das Ausschütteln mit Amylalkohol ist ebenfalls nicht ent- 

 scheidend, da der imbekannte rote Farbstoff auch darin löslich ist 3). 



Da die Bakterien oft neben Indol auch salpetrige Säure bilden, so kann die Indol- 

 bildung in manchen Fällen einfach durch Schwefelsäurezusatz erkannt werden*) (Cholera- 

 rotreaktion). Die Empfindlichkeitsgrenze dieser Reaktion ist 1 : 1 000 000 ^). 



Zum Nachweis bei den Stoff Wechselprodukten der Bakterien und überhaupt in Gegen- 

 wart von sehr geringen Mengen Indol empfiehlt sich die Ehrlichsche Reaktion^). Wird 

 eine IndoUösung mit dem halben Volumen einer 2 proz. p-Dimethylaminobenzaldehydlösung 

 in Alkohol und darauf tropfenweise mit 25 proz. Salzsäure behandelt, so tritt Rotfärbung 

 auf 6). Nach F. Rosenfeld setzt man zu der zu prüfenden Lösung 1 ccm des Reagens (1 T. 

 Aldehyd in 20 T. Alkohol), schüttelt etwa 10 Minuten und versetzt tropfenweise mit konz. 

 Salzsäure (aber nicht mehr als 1 ccm) bis zum Eintritt der Rotfärbung. Bei Gegenwart 

 von Indol tritt sofort oder bei geringerer Konzentration binnen Avenigen Minuten eine 

 intensive Rotfärbung auf. Der Farbstoff ist in Amylalkohol löslich. Die Intensität der 

 Färbung nimmt mitunter nach längerer Zeit wieder ab. Die Reaktion ist noch in einer 

 Verdünnung von 1 : 1 000 000 sehr deutlich und zeigt nicht die Abhängigkeit von den 

 relativen Mengenverhältnissen der aufeinanderwirkenden Substanzen, wie die Nitrit- 

 reaktion ß). Ist noch in einer Konzentration von 1 : 400 000 bis 1 : 500 000 zwa,r schwach, 

 aber deutlich i). Es ist ratsam, die Kultur mit Äther auszuschütteln, dem ätherischen Filtrat 

 Alkohol zuzusetzen und mit dem Reagens zu schütteln. Die Färbung wird auf Zusatz von zwei 

 Tropfen Natriumnitrit (0,5%) zuerst stärker, verschwindet aber dann bald'). Die Reaktion 

 eignet sich auch für colorimetrische Bestimmung des Indols«). Spektroskopisch erkennt man 

 den Farbstoff an einem breiten Absorptionsstreifen rechts von D i). Die ganze Kultur zuerst 

 der Wasserdampfdestillation zu unterwerfen, ist nicht richtig, denn bei der Destillation kann 

 sich aus der unbeständigen Indolcarbonsäure Indol bilden 9). Nach F. Blumenthali") zeigt 



1) F. Rosenfeld, Beiträge z. ehem. Physiol. u. Pathol. 5, 83—94 [1904]. 



2) Salter, Centralbl. f. Bakt. u. Parasitenkde. [1] 51, 465—476 [1909]. — M. Morris, Archiv 

 f. Hya;. 30, 304 [1897]. 



3) F. A. Steensma, Centralbl. f. Bakt. u. Parasitenkde. [1] 40, 129—133 [1905]. 



4) 0. Bujwid, Zeitschr. f. Hyg. 3, 52 [18871 — E. K. Dunhani, Zeitschr. f. Hyg. 2, 337 

 [1887]. — Ch. Ali -Cohen, Cham. Centralbl. 1881^ 1259. — R. J. Petri, Chem. Centralbl. 1890, 

 I, 809. — E. Salkowski, Virchows Archiv HO, 366 [1887]; Chem. Centralbl. 1888, I, 123. — 

 M. Nencki, Berichte d. Deutsch, chem. Gesellschaft 8, 727 [1875]. — Brieger, Deutsche med. 

 Wochenschr. 1881, 303, 469. — L. Spiegel.. Chem.-Ztg. IT, 1563 [1893]. — Beijerinck, Centralbl. 

 f. Bakt. u. Parasitenkde 12, 715 [1892]. 



5) F. Blumenthal, Biochem. Zeitschr. 19, 533 [1909]. — 0. Bujwid, Chem.-Ztg. 18, 361 

 [1894]. — A. Böhme, Centralbl. f. Bakt. u. Parasitenkde., [1] 40, 129—133 [1905]. 



6) Ehrlich, Deutsche med. Wochenschr. 1901 (Aprilheft). — R. Burri u. P. Andrejew, 

 Centralbl. f. Bakt. u. Parasitenkde. [1] 56, 217—233 [1910]. 



7) F. A. Steensma, Centralbl. f. Bakt. u. Parasitenkde., I. Abt., 41, 295—298 [1906]; 

 Zeitschr. f. physiol. Chemie 41, 25—27 [1906]. 



8) E. Crossonini, Archiv f. Hygiene 12, 160—174 [1910]. 



9) Ch. Porcher u. L. Pannisset, Compt. rend. de l'Acad. des Sc. 148, 1336— 1338 [1909]. 

 10) F. Blumenthal, Biochem. Zeitschr. 19. 521—533 [1909]. 



