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Viel intensivere Färbungen gibt das Spaltungsprodukt, das 

 Chitosan (Mykosin Gilsons) mit Jodpräparaten. Es färbt sich mit 

 verdünnter Jodlösung intensiv violett, welche Farbe auch bei an- 

 haltendem Waschen nicht verschwindet. Jodjodkalium + Chlorzink j od 

 färbt Chitosan rotviolett, Brom scharlachrot (G. Zemplen I). 



Der mikrochemische Nachweis des Chitins wurde von 

 WissELiNGH (I, 637) geführt. Er stützt sich dabei auf die von Gilson 

 gefundene Tatsache, daß Chitin durch Erwärmung mit Kalilauge bis 

 auf 180" in Chitosan (Mykosin) übergeführt wird und dieses sich durch 

 Jodjodkaliumlösung, die eine Spur freier Säure enthält, rötlich-violett 

 färbt. Die Pilzprobe wird mit konzentrierter Kalilauge im zuge- 

 schmolzenen Glasrohr im Ölbad bis auf 180" C erwärmt, dann mit 

 90j)roz. Alkohol ausgewaschen und hierauf mit Jodjodkaliumlösung und 

 sehr verdünnter Schwefelsäure (1 — 47j)roz.) unterm Deckglas untersucht. 

 Bei Gegenwart von Chitin nehmen die Zell wände eine schön 

 violette Farbe an. Konzentrierte Schwefelsäure ist zu vermeiden, 

 da sie die bereits eingetretene Reaktion verschwinden macht. Auch 

 die Jodlösung soll nicht viel Jod Q-j^ — 1 "/q) enthalten. Eine Lösung 

 von 0,2 Jod und 2 Teilen Jodkali auf 100 Teilen Wasser wirkt günstig. 



Chitosanhaltige Wände nehmen nach Behandlung mit Jodjod- 

 kaliumlösung und einer schwachen Chlorzinkjodlösung eine rötlich- 

 violette Färbung an. Die Benutzung einer stärkeren Chlorzinkjod- 

 lösung mit 40 — 60 "/o Chlorzink bewirkt eine blauviolette bis blaue 

 Färbung, die Benutzung einer noch stärkeren veranlaßt Entfärbung. 



Vorkommen. 



Zellulose kommt in Pilzmembranen verhältnismäßig selten vor, sehr häufig 

 jedoch Chitin. Wisselingh (I, 684) fand Z e 1 1 u 1 o s e bei Myxomyceten (Didymium 

 squamulosum), Peronosporeen (Plasmopara densa, Cystopus Portulacae) und »Sapro- 

 legnieen (.Saprolegnia dioica). 



Chitin bei Myxomyceten (Plasmodiophora Brassicae), Chytridiaceen (Synchy- 

 trium Taraxaci), Entomophthoreen (Empusa muscae), Mucorineen (Mucor Mucedo, 

 Chlamydomucor racemosus, Pilobolus crystallinus), Rhizopeen (Rhizopus nigricans) 

 und bei fast allen untersuchten höheren Pilzen. 



Bei den Bakterien, bei Saccharomyces cerevisiae, Fuligo septica und Cetraria is- 

 landica fand Wisselingh weder Zellulose noch Chitin, bei den höheren Pilzen Chitin, 

 aber keine Zellulose und bei den Myxomyceten und Phykomyceten Chitin und Zellu- 

 lose, aber in keinem einzigen Falle beide nebeneinander. 



Die Angabe Wisselinghs (I, 684), daß Bakterien Chitin nicht enthalten, bedarf 

 einer Revision, denn Viehoever (I) konnte zeigen, daß auch die Bakterienmembran 

 (Bacillus alvei, amylobacter, subtilis, Sarcina ureae usw.) Chitin enthält. Viehoever 

 erhitzte die Bakterien in 50 jiroz. Ätzkalilösung im Autoklaven bei 6 Atmosphären 

 Druck 15 Minuten. Diese Zeit genügt, um das Chitin in Chitosan umzuwandeln. Wisse- 

 lingh hat wahrscheinlich die Erhitzung zu lange ausgedehnt und dann die Bakterien 

 überhaupt nicht mehr gefunden. 



Die Flechten verhalten sich verschieden. Bei einigen fehlt das Chitin ganz (Ce- 

 traria islandica usw.), im allgemeinen ist es hier in den Hyphen sehr verbreitet. 



Nach Hegler (I) und Kohl (I) sollen auch die Wände zahlreicher Cyanophyceen 

 Chitin enthalten, doch konnte Wester (I, 303) in den von ihm untersuchten Cyanophy- 

 ceen niemals Chitin nachweisen. Dieser Gegenstand würde es verdienen, von neuem 

 untersucht zu werden. 



Mo lisch, Mikrochemie der Pflanze. 20 



