288 Dreiundsechzigstes Kapitel; Pyridin- und Chinolinbasen im Pflanzenreiche. 



Auf gedüngtem Boden Auf ungedüngtem Boden 



Blätter .... 0,342% Blätter .... 0,325% 



reife Samen . . 0,299% reife Samen . 0,295% 



unreife Früchte 0,367% unreife Früchte 0,322% 



Das Alkaloid von Fabiana imbricata ist noch näher festzustellen. 

 In den Nicotianablättern findet sich nach Schmidt eine Spur mydriatisch 

 wirkenden Alkaloides. 



Aus der Gruppe der Salpiglossideen ist nur die Gattung Duboisia hin- 

 sichtlich ihrer Alkaloide näher bekannt. Für Dub. myoporoides R. Br. 

 zeigte Ladenburg (1) die Identität des dort früher angegebenen Duboisins 

 mit Hyoscyamin. Schmidt wies außerdem Scopolamin bei dieser Pflanze 

 nach. Nach Lauterer enthalten die jungen Blätter besonders Scopolamin, 

 die älteren Hyoscyamin. Bender (2) fand in Duboisiablättern 1,95—2,18% 

 Alkaloid. Daboisia Leichthardtii F. v. M. führt Scopolamin, Dub. Hopwoodii 

 enthält 1% des früher „Piturin" genannten Alkaloides, welches ebenfalls 

 mit Hyoscyamin identisch ist (3). 



Das Manacin und Manacein aus Brunfelsia Hopeana Benth. von 

 Brandl bedarf noch weiterer Untersuchungen. Über das Alkaloid der 

 Anthocercis viscosa: Anthocercin, ist näheres nicht bekannt. 



An qualitativen Proben auf Atropinbasen fehlt es nicht, doch dürften 

 die meisten, wie die von Vit ALI (4) zuerst für Atropin angegebene Reaktion 

 von vielen anderen Alkaloiden in ähnlicher Weise gegeben werden. Man 

 dampft mit rauchender Salpetersäure ein und setzt alkoholische KOH zu, 

 worauf Violettfärbung eintritt. Sehr empfindlich reagiert Perhydrol-H2S04 

 mit Atropin, Hyoscin und Scopolamin (5). Als mikrochemische Behelfe 

 sind verschiedene andere Reaktionen verwendet worden. Eine nur den 

 Tropinbasen eigentümliche Reaktion wäre diejenige, welche Schoorl (6) 

 auf das charakteristische mikroskopische Aussehen des jodwasserstoffsauren 

 Tropins gegründet hat. Man verseift die Untersuchungsprobe in der Wärme 

 mit NaOH, fängt die Dämpfe auf einem Gläschen auf, versetzt das Kondensat 

 mit etwas HCl, läßt eintrocknen und setzt ein Körnchen KJ mit Wasser zu, 

 worauf man nadel- und rautenförmige Krystalle des Tropinjodids erhält. 

 Sehr gute Reagentien für Solanaceenbasen sind Bromwasser und Brom- 

 bromkalium für mikrochemische Zwecke (7). Zum Nachweise der Alkaloide 

 in den verschiedenen Teilen von Hyoscyamus empfahl Siim- Jensen (8) 

 vor allem Jodjodkalium oder Kaliumwismutjodid. Molle (S) hat verschie- 

 dene Reagentien zum mikroskopischen Alkaloidnachweise kritisch verglichen 

 und er meinte auf Grund mikroskopisch-chemischer Methoden auch bei 

 einigen bisher nicht als alkaloidhaltig bekannter Pflanzen, wie Nicandra 

 physaloides, Physalis Alkekengi, Petunia violacea, Salpiglossis sinuata, 

 Brunfelsia americana Alkaloidgehalt konstatieren zu können. Die Lokalisation 



1) Ladenburg, Ber. ehem. Ges., jj, 257 (1880). Petit, Journ. Pharm, et 

 Chim. (4), 2y, 383; 29, 338 (1878). H. Beckurts u. 0. Müller, Apoth.-Ztg., 27, 

 683 (1912). — 2) C. J. Bender, Ber. ehem. Ges., 18, 119 (Ref.) (1885). — 

 3) Piturin: F. v. Mueller u. Rummel, Ztsch. österr. allg. Apoth.Ver., 18, 20 

 (1880); Ber. ehem. Ges., jj, 2146 (1878). Liversidge, Pharm. Journ. (3), jj, 815 

 (1881). — 4) ViTALi, Arch. Pharm., 218, 307 (1880). Auch J. Pohl, Zentr. Physiol. 

 (1911), p. 487. Fernere Reaktionen: Beckmann, Arch. Pharm., 224, 481 (1886). 

 Gerrard, Pharm. Journ. (1886), p. 601. C. Reichard, Chem.-Ztg., 28, 1048 (1904). 

 — 5) R. Wasicky, Ztsch. analyt. Chem., 5^, 393 (1915). — 6) Schoorl, Chem. 

 Zentr. (1901), II, 560. — 7) R. Eder, Schweiz. Apoth.-Ztg., 54, öOl (1916). — 

 8) J. Siim-Jensen, Biblioth. bot., H. 51 (1901). — 9) Ph. Molle, Bull. Soc. Belg. 

 Microsc, 21, 8 (1894); Rec. Inst. Bot. Bruxelles, 2, 281 (1906). 



