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Furchungszellen und alle Zeilen der späteren Enibryonalstadien sind 

 mit dem primären von der Mutter direkt übertragenen Pigment an- 

 gefüllt. Für die Untersuchung nach dem ersten Auftreten des sekun- 

 dären, d. h. im Laufe der embryonalen Entwicklung gebildeten, Pig- 

 mentes besteht allerdings darin eine bedeutende Schwierigkeit. Für die 

 Frage nach der Bildung verästelter Zellen ist diese originäre Pig- 

 mentierung jedoch weniger von Bedeutung. 



Als Bezeichnung für die einzelnen Entwicklungsstadien benutze ich die Einteilung 

 nach van Bambeke (aus 0. Hertwig: Handbuch d. Eutw.-Gesch. I, 2, S. 64). Ich 

 fixierte nun Embryonen vom Stadium X an, indem ich täglich verschiedenen Zuchten 

 je einige Exemplare entnahm, und verfolgte dann die Entwicklung bis zu den Larven, 

 die bereits längere Zeit ausgeschlüpft waren. Von den fixierten Tieren fertigte ich 

 Schnittserien an von 10 bis 20 (i Dicke. Ich halte dünnere Schnitte für diese Unter- 

 suchungen für weniger zweckmäßig, |da die großen Pigmentzellen dadurch in zu viele 

 Teile zerlegt werden. 



Neben Schnittserien fertigte ich aber auch Flächenpräparate an, die bedeutend 

 bessere Bilder der Zellformen und ihrer Entwicklung geben, indem ich die Haut frei 

 präparierte. An frisch konserviertem Material ist dies, besonders bei den Embryonen, 

 sehr schwierig, z. T. sogar unmöglich, leichter gelingt es aber an fixiertem und in Al- 

 kohol längere Zeit gehärtetem Material. Man kann dann das hart und spröde gewordene 

 darunter liegende Gewebe mit Präpariernadeln leicht entfernen. 



Als Fixierungsmittel benutzte ich neben Zenker, Flemming, Sublimatalkohol, 

 abs. Alkohol besonders das Gemisch nach Carnoy (6 Teile abs. Alkohol, 3 Teile 

 Chloroform, 1 Teil Eisessig). Ich ließ diese Lösung etwa 10 Minuten wirken, und erhielt 

 so stets gute Bilder ohne irgendwelche Schrumpfung. Zur Färbung verwandte ich 

 anfangs besonders Hämatoxylin (Del.), später ausschließlich die von Meirowsky (37) 

 angegebene Färbungsmethode mit dem Gemisch nach Pappenheim-Unna (Methyl- 

 grün 0,1.5; Pyronin 0,25; Alkohol abs. 2,5; Glyzerin '20,0; Aqua carbolisata Vs 7o ^^ 

 100,0). Die kalt angewandte Parblösung (Meirowsky, 1918, S. 82ff.) liefert sehr 

 gute Bilder. 



Das überlebende Gewebe beobachtete ich in physiologischer Kochsalzlösung oder 

 in einem von Oppel (42) angegebenen Gemisch von Ringerscher Lösung und Leitungs- 

 wasser (1 : 1). Ich benutzte zu meinen Beobachtungen Stücke vom Rückensaum halb- 

 erwachsener Tiere und Schwanzenden von Larven und Embryonen. Die Dicke der 

 Gewebe gestattete allerdings nur die Anwendung mittlerer Vergrößerungen. 



Mehr Schwierigkeiten bereitete die Beobachtung lebender Tiere. Da es darauf 

 ankam, die Tiere längere Zeit hindurch jeden Tag zu beobachten, mußte auf ihr Wohl- 

 befinden besondere Rücksicht genommen werden, da die zarten Embryonen und Larven 

 sehr empfindlich sind. Nach verschiedenen erfolglosen Versuchen, die Tiere in einem 

 „"Wachsschuh"') oder durch W^atte auf einem hohlgeschliffenen Objektträger zu unter- 

 suchen, blieb als einzige Möglichkeit übrig, die Tiere ohne Bedeckung auf einen hohl- 

 geschliffenen Objektträger zu legen, wodurch es ermöglicht wurde, auch andere Körper- 

 stellen als den Schwanz, wie Rückensaum und Kopf, zu beobachten. Die Tiere lagen 



'1 Vgl. R. Groß, Arch. f. Zellforsch. XIV, 3 H., 1916, S. 279. 



