JOURNAL DE MICROGRAPHIE. 
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II. L’existence de ces canaux extrêmement tenus, qui traversent départ en 
part les parois cellulaires, échappe aux procédés ordinaires d’investigation, mais 
peut être attestée par l’emploi des méthodes suivantes. 
1. Photographie. On pratique des coupes minces à travers des tissus vivants 
dont la croissance est terminée. On fait la photographie directe des coupes au 
grossissement de 300 à 700 diamètres. En adoptant pour cette opération le dis¬ 
positif que j’ai déjà décrit (1) on arrive à obtenir des clichés d’un intérêt parti¬ 
culier. Sur ces clichés, examinées à la loupe, les membranes cellulaires appa- 
aissent en efïetdans un état de complication très surprenant (2) : elles se mon¬ 
trent diversement perforées, creusées de canaux, les uns transversaux, les autres 
longitudinaux, qui établissent une communication entre les contenus des cellu¬ 
les (3). Il semble impossible d’expliquer par un phénomène de diffraction cette 
apparence de canaux sur la glace photographique. 
2. Observation directe. Après avoir constaté cette structure sur mes clichés, 
même sur des clichés anciens qui n’avaient pas été faits en vue de l’étude des 
membranes cellulaires, j’ai cherché à la voir directement. Dans ce but j’ai ob¬ 
servé mes préparations aux grossissements de 700 à 900 diamètres, dans une 
chambre noire traversée par un microscope, de telle sorte que mon œil ne fût 
impressionné que par la lumière sortant de cet instrument. Dans ces condi¬ 
tions, j’ai réussi à voir nettement les interruptions des parois cellulaires chez 
plusieurs plantes (4). Toutefois, ce procédé d’observation est, dans la plupart 
des cas, tout à fait insuffisant. 
3. Coloration des coupes. J’ai obtenu un meilleur résultat en colorant d’une 
façon exclusive, soit les membranes cellulaires de mes préparations, soit les 
éléments de nature protoplasmique après fixation, turgescence ou contraction 
au moyen de réactifs appropriés. Dans le premier cas, les cloisons observées 
dans les conditions que je viens d'indiquer présentent çà et là des lacunes inco¬ 
lores, du moins chez certaines espèces de végétaux. Dans le second cas, on voit 
les parois des cellules se détacher en blanc sur fond coloré, les canaux qui 
traversent ces cloisons sont alors appréciables, puisqu’ils sont colorés, comme 
le protoplasma fondamental lui-même (5) 
4. Injection dans les organes. J’ai essayé de faire pénétrer lentement sous 
pression dans les organes à étudier un liquide susceptible de colorer le proto¬ 
plasma ; j’ai fait ensuite des coupes à travers ces organes. L’injection réussit 
racines , j’ai signalé chez les Monocotylédones des tissus dont les cellules communiquent 
entre elles au moyen d’étroits canaux. M. Strasburger, M. Russow (1882), M. Gardiner 
(1882-1883), M. Schaarschmidt (1884) ont observé dans plusieurs tissus et surtout dans 
l'albumen d’un grand nombre do graines une disposition analogue et l’ont mise en évidence 
par l’emploi des matières colorantes. 
(1) Recherches sur l’appareil tégumentaire des racines, appendice ; et Revue scientifique, 
t. III, p. 429 et suiv. 
(2) Ex. Lappa communis. var. major, Ruyschia , Sourouhea , Clusia liboniana, Ruxus 
sempervirens, Ruscus aculeatus, etc. 
(3) fies canaux diffèrent donc absolument dos culs-de-sac souvent décrits sous le nom 
défectueux de canalicules daus les membranes épaisses. 
(4) Trilicum vulgare, Sciadapsus pertusus, Tornelia fragrans, Raphidophora pinnata, 
Ficus elaslica, F. carica, Ruxus sempervirens, Amorpha glabra , Cgtisus alpinus, Robinia 
viscosa, Lunaria annua, Jasminum humile, Anthurium nilidum , Smilax excelsa. S. rotun- 
difolia, Agave glauca. 
(5) J’ai coloré notamment : Trilicum vulgare, Ficus elaslica, Ruxus sempervirens , Ro¬ 
binia viscosa, Cgtisus alpinus, Amorpha glabra. 
